بازسازی شبکه هم‌بیانی ژن ampC به‌عنوان عامل اصلی مقاومت باکتری سودوموناس (Pseudomonas aeruginosa) به آنتی‌بیوتیک جدید Ceftolozane/Tazobactam

نوع مقاله : مقاله پژوهشی

نویسندگان

استادیار گروه پژوهشی زراعت و اصلاح نباتات، پژوهشکده کشاورزی، پژوهشگاه زابل، زابل، ایران

چکیده

Pseudomonas aeruginosa یک باکتری میله‌ای گرم‌منفی و هوازی است که باعث عفونت در دستگاه ادراری، سیستم تنفسی، غشای میانی پوست، بافت‌های نرم، باکتریمی و غیره می‌شود. سفتولوزان- تازوباکتام (C/T) یک آنتی‌بیوتیک مؤثر در کنترل این باکتری می‌باشد. اما اخیراً گزارش‌هایی مبنی بر ظهور سویه‌های مقاوم نسبت به این آنتی‌بیوتیک چالشی جدی را در راه مبارزه با عفونت‌های ناشی از P. aeruginosa ایجاد کرده است. ژن ampC یکی از ژن‌های اصلی سنتز بتالاکتاماز می‌باشد. مطالعات نشان داده سفتولوزان-تازوباکتام نفوذپذیری غشای خارجی بهتر و پایداری بیشتری در برابر ampC  بتالاکتاماز کروموزومی نسبت به سایر آنتی‌بیوتیک‌های بتالاکتام دارد. با توجه به اهمیت ژن ampC در فرایند مقاومت باکتری P. aeruginosa به آنتی‌بیوتیک ترکیبی سفتولوزان- تازوباکتام شبکه هم‌بیانی ژن ampC بازسازی شده و فرایند بروز مقاومت مورد تجزیه و تحلیل قرار گرفت. تعداد 31 ژن در فرایند بتالاکتامازی در باکتری P. aeruginosa با ژن ampC همبستگی نشان دادند. آنالیزهای توپولوژی شبکه نشان داد به‌ترتیب پنج ژن ampC، ampD، poxB، ampR و nagZ بالاترین اهمیت را در شبکه دارا می‌باشند. ژن ampC با 16 ارتباط، بالاترین تعداد ارتباط مستقیم با سایر ژن‌های موجود در شبکه را دارا بود. تعداد هشت فرایند سلولی بالاترین تعداد نماینده را در میان ژن‌ها دارا بودند. بر اساس آنالیز آماری فرایندهای سلولی معنادار در میان ژن‌های مورد مطالعه، به نظر می‌رسد ارتباط مستقیمی بین متابولیسم پیروات و مقاومت در برابر آنتی‌بیوتیک‌های بتالاکتام وجود داشته باشد. نتایج نشان داد ژن اصلی مقاومت در برابر آنتی‌بیوتیک سفتولوزان-تازوباکتام ampC می‌باشد. علی‌رغم اینکه مطالعات نشان داده دو ژن  poxA و poxB تأثیر قابل توجهی در مقاومت باکتری P. aeruginosa ندارند. اهمیت این دو ژن در شبکه بازسازی شده تاکید می‌کند که مطالعات بیشتری بر روی آنها صورت گیرد.

کلیدواژه‌ها

عنوان مقاله [English]

Reconstruction of co-expression network of ampC gene as the main factor of Pseudomonas aeruginosa resistance to the new antibiotic Ceftolozane/Tazobactam

نویسندگان [English]

  • Yasoub Shiri
  • Zaynab Mohkami
  • Fatemeh Bidarnamani
Assistant Professor of Agronomy and Plant Breeding Department, Agriculture Research Center, Zabol Re-search Institute, Zabol, Iran
چکیده [English]

Pseudomonas aeruginosa is a Rod-shaped Gram-negative and strict aerobic bacterium that can causes infection in the urinary system, respiratory system, middle membrane of the skin, soft tissues, bacteremia, etc. Ceftolozan-tazobactam (C/T) is an effective antibiotic in controlling of this bacterium. But recently, reports of the emergence of resistant strains have created a serious challenge in the fight against infections caused by P. aeruginosa. ampC is one of the main genes for β-lactamase synthesis. Studies have shown that Ceftolozane-tazobactam has better outer membrane permeability and improved stability against chromosomal ampC β-lactamase than do other β-lactam antibiotics. Considering the importance of ampC in the process of P. aeruginosa resistance to the Ceftolozane-tazobactam antibiotic, the co-expression network of ampC was reconstructed and the resistance emerging process was analyzed. 31 genes in the beta-lactamase process in P. aeruginosa showed correlation with ampC. Network topology analyzes showed that five genes ampC, ampD, poxB, ampR and nagZ have the highest importance in the network. ampC gene had the highest number of direct connections with other genes in the network with 16 connections. Eight pathways had the highest number of representatives among genes. Based on the statistical analysis of the significant pathways among the studied genes, it seems there is a direct relationship between pyruvate metabolism and resistance to β-lactam antibiotics. Results showed ampC is the main gene for resistance to Ceftolozane-tazobactam. Although studies have shown that poxA and poxB genes do not have a significant effect on P. aeruginosa resistance to the antibiotics, the importance of these two genes in the reconstructed network emphasizes that more studies should be conducted on them.

کلیدواژه‌ها [English]

  • gene network
  • gene ontology
  • prokaryote
  • beta-lactamase

مراجع

1- Tang Y-W, Sussman M, Liu D, Poxton IR, Schwartzman JD. Chapter 1- Molecular Medical Microbiology – The Expanding Concept. In: Tang Y-W, Sussman M, Liu D, Poxton I, Schwartzman J, editors. Molecular Medical Microbiology (Second Edition). Boston: Academic Press. 2015: 1-4.
2- Moradali MF, Ghods S, Rehm BHA. Pseudomonas aeruginosa Lifestyle: A Paradigm for Adaptation, Survival, and Persistence. Frontiers in Cellular and Infection Microbiology. 2017;7.
3- Jones P, Palser S, Pravle A, Hurley M, Smyth A. WS20. 1 Secular trends in Pseudomonas aeruginosa acquisition in the United Kingdom: a registry study. Journal of Cystic Fibrosis. 2016;1(15): S31.
4- van Duin D, Bonomo RA. Ceftazidime /Avibactam and Ceftolozane/Tazobactam: Second-generation β-Lactam/β-Lactamase Inhibitor Combinations. Clin Infect Dis. 2016; 63(2): 234-41.
5- Gallagher JC, Satlin MJ, Elabor A, Saraiya N, McCreary EK, Molnar E, et al. Ceftolozane-Tazobactam for the Treatment of Multidrug-Resistant Pseudomonas aeruginosa Infections: A Multicenter Study. Open Forum Infect Dis. 2018; 5(11): 280.
6- Kong K-F, Jayawardena SR, del Puerto A, Wiehlmann L, Laabs U, Tümmler B, et al. Characterization of poxB, a chromosomal-encoded Pseudomonas aeruginosa oxacillinase. Gene. 2005; 358: 82-92.
7- Tawfik AF, Shibl AM, Aljohi MA, Altammami MA, Al-Agamy MH. Distribution of Ambler class A, B and D β-lactamases among Pseudomonas aeruginosa isolates. Burns. 2012; 38(6): 855-60.
8- Ortiz de la Rosa JM, Nordmann P, Poirel L. ESBLs and resistance to ceftazidime/avibactam and ceftolozane/tazobactam combinations in Escherichia coli and Pseudomonas aeruginosa. J Antimicrob Chemother. 2019; 74(7): 1934-9.
9- Shiri Y, Karimiyan Ma. Reconstitution of Gene Network on Penicillin Resistance in E.coli Using Databases Information. New Findings in Veterinary Microbiology. 2020; 2(2): 1-9.
10- Patterson J, Tsilimigras M, Livesay D, Jacobs D. Evolution of Stability/Flexibility Relationships in Beta-Lactamase. Biophysical Journal. 2019; 116: 472.
11- Subedi D, Vijay AK, Willcox M. Overview of mechanisms of antibiotic resistance in Pseudomonas aeruginosa: an ocular perspective. Clin Exp Optom. 2018; 101(2): 162-71.
12- Shortridge D, Castanheira M, Pfaller MA, Flamm RK. Ceftolozane-Tazobactam Activity against Pseudomonas aeruginosa Clinical Isolates from U.S. Hospitals: Report from the PACTS Antimicrobial Surveillance Program, 2012 to 2015. Antimicrob Agents Chemother. 2017; 61(7).
13- Cabot G, Bruchmann S, Mulet X, Zamorano L, Moyà B, Juan C, et al. Pseudomonas aeruginosa ceftolozane-tazobactam resistance development requires multiple mutations leading to overexpression and structural modification of AmpC. Antimicrob Agents Chemother. 2014; 58(6): 3091-9.
14- MacVane SH, Pandey R, Steed LL, Kreiswirth BN, Chen L. Emergence of Ceftolozane-Tazobactam-Resistant Pseudomonas aeruginosa during Treatment Is Mediated by a Single AmpC Structural Mutation. Antimicrob Agents Chemother. 2017; 61(12).
15- Apweiler R, Bairoch A, Wu CH, Barker WC, Boeckmann B, Ferro S, et al. UniProt: the Universal Protein knowledgebase. Nucleic acids research. 2004; 32(Database issue): 115-9.
16- Szklarczyk D, Morris JH, Cook H, Kuhn M, Wyder S, Simonovic M, et al. The STRING database in 2017: quality-controlled protein–protein association networks, made broadly accessible. Nucleic acids research. 2017; 45(Database issue): D362-D8.
17- Shannon P, Markiel A, Ozier O, Baliga NS, Wang JT, Ramage D, et al. Cytoscape: a software environment for integrated models of biomolecular interaction networks. Genome research. 2003; 13(11): 2498-504.
18- Assenov Y, Ramirez F, Schelhorn SE, Lengauer T, Albrecht M. Computing topological parameters of biological networks. Bioinformatics. 2008; 24(2): 282-4.
19- Shiri Y, Solouki M, Ebrahimie E, Emamjomeh A, Zahiri J. Gibberellin causes wide transcriptional modifications in the early stage of grape cluster development. Genomics. 2019.
20- Shiri Y, Solouki M, Ebrahimie E, Emamjomeh A, Zahiri J. Unraveling the Transcriptional Complexity of Compactness in Sistan Grape Cluster. Plant Science. 2018.
21- Jiao X, Sherman BT, Huang DW, Stephens R, Baseler MW, Lane HC, et al. DAVID-WS: a stateful web service to facilitate gene/protein list analysis. Bioinformatics (Oxford, England). 2012; 28(13): 1805-6.
22- Benjamini Y, Hochberg Y. Controlling the False Discovery Rate: A Practical and Powerful Approach to Multiple Testing. Journal of the Royal Statistical Society Series B (Methodological). 1995; 57(1): 289-300.
23- Li W, Yao Z, Zhang X, Huang F, Lin W, Lin X. Global protein expression profile response of planktonic Aeromonas hydrophila exposed to chlortetracycline. World Journal of Microbiology and Biotechnology. 2017; 33(4): 68.
24- Jacoby GA. AmpC beta-lactamases. Clin Microbiol Rev. 2009; 22(1): 161-82, Table of Contents.
25- Torrens G, Hernández SB, Ayala JA, Moya B, Juan C, Cava F, et al. Regulation of AmpC-Driven β-Lactam Resistance in Pseudomonas aeruginosa: Different Pathways, Different Signaling. mSystems. 2019; 4(6).
26- Irazoki O, Hernandez SB, Cava F. Peptidoglycan Muropeptides: Release, Perception, and Functions as Signaling Molecules. Frontiers in Microbiology. 2019; 10.
27- Juan C, Torrens G, González-Nicolau M, Oliver A. Diversity and regulation of intrinsic β-lactamases from non-fermenting and other Gram-negative opportunistic pathogens. FEMS Microbiol Rev. 2017; 41(6): 781-815.
28- Vermassen A, Leroy S, Talon R, Provot C, Popowska M, Desvaux M. Cell Wall Hydrolases in Bacteria: Insight on the Diversity of Cell Wall Amidases, Glycosidases and Peptidases Toward Peptidoglycan. Front Microbiol. 2019; 10: 331.
29- Zamorano L, Reeve TM, Deng L, Juan C, Moyá B, Cabot G, et al. NagZ inactivation prevents and reverts beta-lactam resistance, driven by AmpD and PBP 4 mutations, in Pseudomonas aeruginosa. Antimicrob Agents Chemother. 2010; 54(9): 3557-63.
30- Lee M, Hesek D, Blázquez B, Lastochkin E, Boggess B, Fisher JF, et al. Catalytic spectrum of the penicillin-binding protein 4 of Pseudomonas aeruginosa, a nexus for the induction of β-lactam antibiotic resistance. J Am Chem Soc. 2015; 137(1): 190-200.
31- Lister PD, Wolter DJ, Hanson ND. Antibacterial-resistant Pseudomonas aeruginosa: clinical impact and complex regulation of chromosomally encoded resistance mechanisms. Clin Microbiol Rev. 2009;22(4):582-610.
32- Dik DA, Fisher JF, Mobashery S. Cell-Wall Recycling of the Gram-Negative Bacteria and the Nexus to Antibiotic Resistance. Chem Rev. 2018; 118(12): 5952-84.
33- Fisher JF, Mobashery S. The sentinel role of peptidoglycan recycling in the β-lactam resistance of the Gram-negative Enterobacteriaceae and Pseudomonas aeruginosa. Bioorg Chem. 2014; 56: 41-8.
34- López-Causapé C, Cabot G, Del Barrio-Tofiño E, Oliver A. The Versatile Mutational Resistome of Pseudomonas aeruginosa. Front Microbiol. 2018; 9: 685.
35- Zincke D, Balasubramanian D, Silver LL, Mathee K. Characterization of a Carbapenem-Hydrolyzing Enzyme, PoxB, in Pseudomonas aeruginosa PAO1. Antimicrob Agents Chemother. 2016; 60(2): 936-45.
36- Schneider I, Queenan AM, Bauernfeind A. Novel carbapenem-hydrolyzing oxacillinase OXA-62 from Pandoraea pnomenusa. Antimicrob Agents Chemother. 2006; 50(4): 1330-5.
تازه ها در میکروب شناسی دامپزشکی
دوره 5، شماره 1
تیر 1401
صفحه 96-107

فایل ها

سابقه مقاله

  • تاریخ دریافت: 17 تیر 1401
  • تاریخ بازنگری: 29 تیر 1401
  • تاریخ پذیرش: 23 شهریور 1401

هم رسانی

ارجاع به این مقاله

آمار